Цель фиксации ткани это

Фиксацией называется обработка материала такой жидкостью (фиксатором), в которой живой объект умерщвляется мгновенно при наименьших изменениях прижизненной структуры его клеток. При этом нестойкие набухающие коллоиды переходят в более стойкие. Некоторые фиксаторы играют еще и роль протравы объекта, делая его более восприимчивым к краскам. Кроме того, благодаря фиксации объект уплотняется, становится более компактным, упругим, т. е. более пригодным для резки. В соответствии с этими требованиями подбираются и компоненты фиксирующих жидкостей.

Существует очень много фиксаторов. В зависимости от того, какие части растения, какого возраста и для какой цели фиксируются, применяются различные фиксаторы. Выбор фиксатора зависит также от того, каким красителем будет окрашиваться препарат.

Фиксаторы разделяют на несколько групп в зависимости от вещества, составляющего их основу. Наиболее употребительными являются следующие фиксаторы: спиртовые, где спирт применяется в чистом виде или в смеси с уксусной, хромовой кислотой, хлороформом; хромовые (хромовая кислота в соединении с уксусной кислотой, формалином и другими веществами); формалиновые (в чистом виде, а также в соединении с уксусной, хромовой кислотой, спиртом и т. д.).

Для того чтобы цель фиксации была достигнута и получен доброкачественный материал, нужно соблюдать ряд условий.

Фиксатор должен быть всегда свежим, т. е. сохранять свой первоначальный состав неизменным. Некоторые фиксаторы могут храниться годами, другие должны приготовляться перед самой фиксацией ввиду их нестойкости. Не следует употреблять слишком крепкие фиксаторы, предпочтительнее использовать более слабые концентрации фиксаторов, выдерживая в них материал в течение несколько более длительного времени. Надо, чтобы фиксирующая жидкость всегда была в избытке для равномерности ее действия и предотвращения сильного разбавления соками фиксируемого растения. Фиксатор не должен быть теплым.

Фиксируемый материал должен быть разделен на небольшие кусочки в целях скорейшего пропитывания его фиксатором. Надо следить, чтобы из фиксируемого объекта был удален весь воздух. В некоторых случаях он нацело вытесняется фиксатором (лучшими в этом отношении являются спиртовые, худшими — водные), в других его приходится удалять искусственно, путем откачивания водоструйным насосом. Свободный от воздуха материал опускается на дно сосуда с фиксирующей жидкостью.

Надо следить, чтобы фиксируемый объект всегда был свежим, чтобы в нем не было признаков подсыхания или увядания, когда структуры его уже нарушены. Для этого следует производить фиксацию на месте произрастания растений или же сажать (или сеять) растения с целью получения из них материала для фиксации в горшки или сосуды, которые можно переносить в лабораторию. Нельзя использовать заранее сорванные растения.

Неправильность, допущенная при фиксации, сводит на нет все последующие операции, так как объект будет испорчен с самого начала.

В связи с тем что при любом исследовании фиксация не ограничивается одним образцом, следует соблюдать точное этикетирование фиксируемого материала и ведение ведомости. С этой целью в пробирку, банку или пузырек с фиксирующей жидкостью одновременно с погружением в нее образца следует положить этикетку с написанным на ней (только простым карандашом) порядковым номером: расшифровка этого номера делается в ведомости.

Помимо названия объекта, в ведомости нужно отразить дату фиксации, условия фиксации и т. д. В некоторых случаях обозначение объекта и условий фиксации пишут прямо на этикетке, но это менее удобно, так как она получается очень громоздкой.

Ведомость для фиксации имеет примерно следующий вид:

Одним из наиболее распространенных фиксаторов, применяемых к растительным объектам, является фиксатор Навашина, который представляет собой смесь ледяной уксусной кислоты, формалина и хромовой кислоты. Такой состав обеспечивает быстрое проникновение фиксатора в ткани, консервирование, уплотнение и протраву материала. В то же время он не вызывает сильного сжатия клеток. Этот фиксатор применяется в виде крепкого и слабого раствора. Первый наиболее распространен и особенно хорош для фиксации ядра и хромосом. Он имеет такой состав (по объему):

* ( Т. е. от того, который обычно в неразведенном виде имеется в лабораториях и является 40%-ным.)

** ( Слабый раствор фиксатора Навашина имеет несколько модификаций и содержит более слабые концентрации уксусной кислоты, формалина, а иногда и хромовой кислоты.)

При приготовлении фиксатора Навашина уксусную и хромовую кислоты можно слить вместе заранее, формалин же следует добавлять непосредственно перед фиксацией, иначе фиксатор будет разлагаться.

Срок пребывания объекта в фиксаторе Навашина составляет 12-24 ч.

Помимо описанного фиксатора, очень распространенным является фиксатор Карнуа. Он обладает способностью быстро проникать в ткани объекта и потому особенно удобен для фиксации объемистого эмбриологического материала (бутоны, завязи, семяпочки, части семени, пыльники). Отрицательным свойством фиксатора Карнуа является то, что он вызывает (вследствие быстрого проникновения) неравномерное сжатие тканей. Соответственно более коротким является и срок пребывания в нем объекта (6-12 ч).

Фиксатор Карнуа имеет такой состав (по объему):

Для изучения приемов фиксации (а в дальнейшем и всех операций, ведущих к получению постоянного цитологического препарата) лучше пользоваться молодыми корешками (их кончиками), полученными из проросших семян или тронувшихся в рост луковиц. Для этого луковицы ставят в банки с водой, а семена помещают во влажную среду на фильтровальную бумагу в чашку Петри или другой сосуд или же высевают в горшки с влажными опилками, песком или рыхлой землей * .

* ( Если необходимо получить корешки не из пророщенных семян, а от развившегося уже растения, следует посадить такое растение в небольшой цветочный горшок и использовать те корешки, которые выйдут на поверхности кома земли и окажутся открытыми при вытряхивании кома из горшка.)

Корешки являются наиболее удобным объектом не только потому, что их легче всего получить в любое время года, но также и потому, что на них легче всего усвоить тонкую методику фиксации и дальнейшего изготовления препарата. Кроме того, препараты, приготовленные из кончиков корешков, служат прекрасным объектом для изучения строения покоящегося и делящегося ядра, картин его деления, а также особенностей цитоплазмы.

Читайте также: Сердечная мышца ткань под микроскопом

Фиксация корешков производится обычно в фиксаторе Навашина, который дает лучшие результаты для исследования тонких структур ядра и цитоплазмы.

При осуществлении фиксации кончики молодых корешков длиной около 1 см срезают маленькими ножницами или отщипывают тонким пинцетом и быстро стряхивают в пробирку или в небольшой пузырек с. широким горлом, заполненный фиксирующей жидкостью. Зафиксированный материал помещают в темное место и оставляют до следующего дня с расчетом, чтобы он находился там в течение 12-24 часов. После этого его подвергают промывке в воде и обезвоживанию.

В случае фиксации в жидкости Карнуа (которая обеспечивает лучшее удаление воздуха, более быстрое проникновение фиксатора и не требует последующего обезвоживания материала) цитологические картины получаются менее отчетливые, однако пригодные для наблюдения.

Следует иметь в виду, что для выявления митохондрий фиксаторы Навашина и Карнуа непригодны, так как входящая в их состав уксусная кислота разрушает эти нежные структуры. В этом случае пользуются фиксаторами Левицкого или Рего.

Существуют два фиксатора Левицкого — слабый и крепкий. Любой из этих фиксаторов состоит из двух фиксирующих смесей (I и II), в которых материал последовательно выдерживается.

Слабый фиксатор Левицкого имеет такой состав (по объему):

Крепкий фиксатор Левицкого отличается от слабого составом второй смеси и временем пребывания в ней материала.

После фиксации в фиксаторах Левицкого объект нужно промывать в проточной воде в течение суток.

Фиксатор Рего имеет следующий состав:

Следует ежедневно заменять старую фиксирующую жидкость свежей и проводить фиксацию в темном месте. Затем в течение 3-8 дней нужно выдержать материал в 3%-ном растворе двухромовокислого калия и промыть в проточной воде в течение суток.

Для проведения фиксации необходимо иметь следующее:

Оборудование. Весы и разновесы; пинцеты; ножницы; мензурки; пробирки или пузырьки емкостью 30-50 мл с пробками; чашки Петри; стаканы; тетрадь для записи; бумага для этикеток; фильтровальная бумага; карандаши.

Реактивы. Хромовый ангидрид; ледяная уксусная кислота; продажный формалин; хлороформ; 96%-ный спирт; хромовая кислота; осмиевая кислота; двухромовокислый калий.

Материал для фиксации. Пророщенные семена ржи, пшеницы, гороха, фасоли и др.; луковицы лука с молодыми корешками.

Фиксация гистологического и биопсийного материала

библиографическое описание:
Фиксация гистологического и биопсийного материала — .

ОБЩИЕ ПРИНЦИПЫ ФИКСАЦИИ

Фиксация обеспечивает стабилизацию тканевых структур и их уплотнение, прекращает аутолиз, стабилизирует локализацию структур. Механизм действия фиксаторов основан на коагуляции белков и стабилизации липидов. Для достижения этой цели возможны 3 подхода:

· Альдегиды (формальдегид, глутаровый альдегид)

· кислоты (уксусная, трихлоруксусная, пикриновая, азотная)

Мы рассмотрим третий вариант. Прижизненно взятая ткань должна быть зафиксирована на протяжении (не больше)30-90 минут, температура фиксатора – 0-4С

Фиксация всегда приводит к большим или меньшим изменениям структуры и объема ткани, степень выраженности которых зависит от рН фиксатора, его концентрации, температуры, продолжительности воздействия и других факторов. Концентрация ионов водорода фиксатора должна соответствовать таковой в тканях, поэтому фиксатор должен иметь рН, близкий к нейтральному. Увеличение температуры фиксатора ускоряет процесс, но вызывает еще большие изменения в тканях. Слишком продолжительная фиксация приводит к значительному уплотнению материала, что в дальнейшем затрудняет его обработку. Для каждого конкретного вида исследования подбирают наиболее приемлемый фиксатор.

Полноценная фиксация материала обеспечивается при соблюдении ряда требований.

1. После вырезки кусочка ткани его немедленно погружают в фиксатор.

2. Объем фиксатора должен превышать объем фиксируемого материала в 10—20 раз, так как тканевая жидкость может существенно изменить концентрацию фиксатора.

3. В том случае, если цвет фиксатора изменяется после погружения в него кусочков ткани, фиксатор необходимо немедленно сменить.

4. Недопустимо повторное использование фиксаторов.

5. Для каждого фиксатора следует соблюдать установленное время фиксации. Длительное пребывание материала возможно лишь в некоторых фиксаторах, например 10 % нейтральном формалине, жидкости Боуэна.

Для фиксации лучше использовать емкости с широким горлом, чтобы не возникло проблем с извлечением фиксированного материала. Равномерность фиксации некоторых рыхлых тканей, например легочной, достигается помещением их на дно банки, а поверх них — прокладки из слоя марли или ваты.

Чаще материал фиксируют при комнатной температуре, но для некоторых видов исследования (гистохимических, электронно-микроскопических и др.) необходимо проводить фиксацию при 4°С. Материал срочных биопсий фиксируют при повышенной температуре фиксатора.

В экспериментальных исследованиях применяют также прижизненный перфузионный метод фиксации и его сочетание с обычным погружением в фиксирующую жидкость.

ПРОСТЫЕ ФИКСИРУЮЩИЕ ЖИДКОСТИ

· альдегиды (формальдегид, глутаровый альдегид)

· кислоты (уксусная, трихлоруксусная, пикриновая, азотная)

Можно хранить месяцами, надо всего лишь контролировать рН.

Формалин. Основным, широко применяемым фиксатором служит формалин, представляющий собой 40% раствор формальдегида. Формальдегид – это газ, растворимый в воде до концентрации40% по массе, каким он и поступает в продажу под названием « Формалин». В гистологической практике используют 10% раствор формалина, что соответствует 4% формальдегиду.

.Из формальдегида готовят нейтральный (забуференный до рН 7,0) 10—12% формалин. Для этого в банку с 40% формалином засыпают карбонат кальция или магния либо смесь этих солей — доломит из расчета 100 г на 1 л формалина. Для получения 10 % нейтрального формалина через 24 ч к 1 части 40% нейтрального формалина добавляют 9 частей водопроводной воды. Продолжительность фиксации 24—48 ч при 20°С

В водных незабуференных растворах Ф-д со временем превращается в муравьиную кислоту, метиловый спирт и ацетон, которые ухудшают качество фиксации, как и выпадение белого осадка параформальдегида. В результате точную Со Ф-да в растворах формалина установить не представляется возможным. Если на дне банки с 40 % формалином образовался осадок белого цвета (параформальдегид), то его можно растворить, подогрев до 70—80° С (в вытяжном шкафу!), и использовать для фиксации. Очищенный коммерческий параформальдегид применяют как составную часть многих фиксаторов для гистохимических и электронно-микроскопических исследований.

Читайте также: Глажение ткани из шерсти производят ответ

Фиксатор может показывать себя не с лучшей стороны из-за примесей, в основном метанола(до16%).Для этого существуют методы приготовления свободного от метанола

· 2гр параформальдегида + 50мл 0,1М фосфатного буфера(рН 7,4-7,6)=нагревают до 70с до просветления раствора, помешивают, охлаждают и фильтруют. Его рН 7,3-7,5.

· готовят 40% параформальдегид(40гр порошка формальдегида + 100мл дистиллированной воды при нагревании до 65С, перемешивая.

+ несколько капель 40%гидроксида натрия до просветления раствора.

· Нейтральный 40% формалин 100 мл

· Водопроводная вода 900 мл

Продолжительность фиксации 48 ч при 20 ° С с последующей промывкой в проточной воде в течение 6—12 ч.

Универсальным фиксатором, пригодным для гистологических и большинства гистохимических исследований, является нейтральный формалин по Лилли) .

1. А. 100 мл 40 % формалина + 900 мл дистиллированной воды.

2. Б. 4 г дигидроортофосфата натрия моногидрата (однозамещенного фосфата натрия).

3. В. 6,5 г гидроортофосфата натрия (двузамещенного фосфата натрия).

Фиксатор Лилли для кислых гликозаминогликанов

2. 40% раствор формальдегида 10мл

продолжительность фиксации 24 часа при комнатной Т( при 4С – 2-3дня, 10-14 дней при –25С).

Фиксатор Жандра для гликогена

1. Пикриновая кислота, насыщенная в 96% спирте 85 частей

2. Раствор формальдегида 40% 10 частей

3. Ледяная уксусная кислота 5 частей

Глутаровый альдегид для ферментов.

Обеспечивает наибольшую сохранность ферментов.

· 0,2М фосфатный или какодилатный буфер(рН 7,2-7,4) 50л

· 25%глутаровый альдегид 10мл

Приводит не коагулируются, а желатинизируются, ткани не сморщиваются. Одновременно является контрастирующим веществом в электронной микроскопии. Дорогой реагент, поступает в продажу в ампулах по 0,5 – 2 гр. Разбивают в бумаге и помещают в

воду больше 24ч для 1-4 % раствора. Хранят в темноте при комнатной температуре месяцами. Для первичной фиксации липидов используют 1% раствор на 0,1М фосфатном буфере. Для 1 фиксации

Для вторичной используют сахарозу вместо натрия.

· 1% раствор хромовой кислоты на дв 7,5мл

· ледяная уксусная кислота 0,5мл (смешивать перед использованием)

Для стабилизации липидов, для фиксации гликогена и нуклеиновых кислот.

Фиксатор Элфтмана (бихроматсулема)

Продолжительность фиксации 3 дня.

4.Этиловый спирт (80 %, 90 %, 96 % и 100 %).

Его применяют для осаждения белков, в качестве фиксатора для выявления гликогена, железа, амилоида, но он растворяет липиды. Механизм действия основан на осаждении белков, при этом происходит обезвоживание объектов, что значительно ускоряет проводку. Продолжительность фиксации от 2ч до 1 суток. Увеличение длительности фиксации, особенно в 100 % спирте 1 , нежелательно, так как материал значительно уплотняется и происходит его пересушивание. Оптимальная температура для фиксации материала в спирте +4 °С, но ее можно проводить и при комнатной температуре. Если после спиртовой фиксации предстоит резать ткань на замораживающем микротоме или криостате, то кусочки промывают в течение 1 —2 ч до их полного погружения на дно банки, при этом происходит насыщение ткани водой.

Используют в электронной микроскопии как третий фиксатор (после альдегида и тетраоксида осмия) и одновременно как контрастер. Хорошо выявляет мембраны благодаря стабилизации фосфолипидов, стабилизации ДНК .Применяют 0.25-2% в воде или в 50-70% спирте (окрашивание 8 минут).

Ацетон (его действие подобно действию спирта). Ацетон используют для увеличения скорости фиксации. Применяют 100% ацетон, для получения которого в коммерческий ацетон засыпают прокаленный сульфат меди (медный купорос) или силикагель. В ацетоне фиксируют кусочки толщиной 3—4 мм в течение 2 ч при 20° С или 30 мин— 1 ч в термостате при 60 °С в плотно закрытой посуде. Ацетон значительно уплотняет ткань и при увеличении продолжительности фиксации возможно сморщивание объектов. Чаще ацетон применяют для обработки материала срочных биопсий при его заливке в парафин.

Азотная, пикриновая, уксусная, трихлоруксусная. Быстро проникают, препятствуют сморщиванию,

ослабляют состояние гидратации. Входят в состав декальцинирующих смесей.

Фиксатор Жандра для гликогена

4. Пикриновая кислота, насыщенная в 96% спирте 85 частей

5. Раствор формальдегида 40% 10 частей

6. Ледяная уксусная кислота 5 частей

классический фиксатор для экспериментальных исследований.

· Насыщенный раствор пикриновой кислоты 75 мл

· Нейтральный 40 % формалин 25 мл

· Ледяная уксусная кислота 5 мл

Продолжительность фиксации 1—24 ч при 20 °С. Насыщенный раствор пикриновой кислоты готовят заранее из расчета 3 г кристаллической пикриновой кислоты на 1 л горячей дистиллированной воды. После фиксации кусочки отмывают от избытка пикриновой кислоты в 70 % спирте, затем заливают в парафин.

универсальный фиксатор для большинства гистологических и гистохимических исследований (кроме выявления липидов). Наилучший для кожи, для предупреждения пересушивания в качестве промежуточной среды используют хлороформ.

· Ледяная уксусная кислота 10 мл

Продолжительность фиксации 2—4 ч при 4 ° С или 1—2 при 20 °С. Затем материал помещают в 100 % спирт. Если материал не сразу подлежит проводке, то его можно перенести 96 % спирт и держать в нем до 3 суток.

Сюда также входят фиксирующие смеси по Боуену, Жандру, Карнуа, Лилли, Ценкеру, Бродскому, прочее.

Сулему применяют в качестве фиксатора с начала развития гистологии. Готовят насыщенный раствор: 10 г сулемы на 100 мл дистиллированной воды или изотонического раствора хлорида натрия доводят до кипения, охлаждают, фильтруют. Продолжительность фиксации кусочков толщиной 3 мм 6—12 ч при 20 °С. При фиксации сулемой возможно появление в тканях кристаллического осадка, который удаляют путем обработки срезов йодированным 70 % спиртом (на 50 мл 70 % спирта — 5—10 капель 5 % спиртового раствора йода до появления оранжевого цвета). По мере обесцвечивания йодированного спирта со срезами его заменяют свежей порцией вплоть до полной потери цвета, затем срезы промывают в 3—4 сменах 70 % спирта.

Читайте также: Платье сшить количество тканей

Составными частями сложных фиксаторов являются простые. Существует множество вариантов фиксирующих смесей. Ниже приведены наиболее распространенные.

· 10 % нейтральный формалин, который готовят из 1 части нейтрального 40 % формалина и

Продолжительность фиксации 24-48 ч. Дальнейшая промывка в воде не требуется, и материал сразу же помещают в 96 % спирт.

Кальций-формол по Бейкеру (Проверено) используют для фиксации липидов.

· 10 мл 40% формалина + 90 мл дистиллированной воды.

Продолжительность фиксации 24—48 ч при 20°С.

Для гистохимических исследований с успехом применяют фиксатор Бейкера, приготовленный из параформальдегида.

· К 50 г параформальдегида и 500 мл дистиллированной воды добавляют с одновременным встряхиванием несколько капель 1 н. гидроксида натрия до исчезновения осадка.

· 10 г хлорида кальция + 500 мл дистиллированной воды.

Растворы А и Б смешивают, добавляют 0,5 г активированного угля. Перед использованием фильтруют.

Продолжительность фиксации 24—48 ч при 20°С.

Используется также фиксатор Карнуа, в состав которого входят

· 25 мл ледяной уксусной кислоты

Условия фиксации те же. В случае отсутствия этилового спирта вместо жидкости Карнуа можно использовать смесь следующего состава:

Продолжительность фиксации 12-24 ч при 20 °С; для промывки и обезвоживания применяют изопропиловый спирт.

Жидкость Ценкера — сулемовая смесь.

· Дистиллированная вод100мл(это-жидкость Мюллера).

· Ледяная уксусная кислота 5мл

Ледяную уксусную кислоту можно заменить нейтральным 10 % формалином (фиксатор Максимова, ценкер-формол). Продолжительность фиксации 1—24 ч при 20°С. После фиксации материал в течение 12—24 ч отмывают в проточной воде и помещают в йодированный 70% спирт для удаления остатков сулемы. При добавлении 10 мл 2 % раствора тетраоксида осмия хорошо фиксируются и окрашиваются липиды.

В последнее время для гистологических исследований часто применяют глутаровый альдегид, параформальдегид, фиксаторы Ито, Замбони и др., особенно в тех случаях, когда материал предназначается одновременно для нескольких видов исследования (иммуноморфологического, электронно-микроскопического), а его количество ограничено, например, при пункционных биопсиях.

ПРАВИЛА РАБОТЫ С ФИКСАТОРАМИ

Практически все фиксаторы относятся к токсичным веществам (альдегиды, ацетоны, спирты), некоторые ядовиты (сулема, тетраоксид осмия, метанол), поэтому необходимо соблюдать правила техники безопасности при работе с реактивами, которые используют в гистологической практике.

Фиксацию и вырезку материала необходимо производить в вытяжном шкафу. Материал, извлеченный из фиксатора, содержащего формалин, желательно в течение нескольких минут промыть в проточной воде, так как пары формалина оказывают раздражающее действие на слизистые оболочки глаз и органов дыхания.

БЫСТРАЯ ФИКСАЦИЯ МАТЕРИАЛА СРОЧНЫХ БИОПСИЙ

Доставленный в лабораторию материал в случае необходимости вырезают или разрезают на несколько кусочков и фиксируют с помощью одного из способов быстрой фиксации. Если возможно, то следует часть материала сохранить для изготовления постоянных препаратов.

1. Материал помещают в металлический сосуд с ручкой и заливают теплым 10% нейтральным формалином, доводят до кипения, затем промывают проточной водой в течение 2—5 мин и режут на замораживающем микротоме или криостате.

2. Кусочки фиксируют в 100 % ацетоне в термостате при 56°С в течение 15 мин, затем помещают в хлороформ или ксилол для последующей заливки в парафин.

3. Материал фиксируют в смеси 10 % нейтрального формалина и 96 % спирта (1:1) в течение 15 мин при 56°С, затем промывают в 96 % спирте и обезвоживают в 100 % спирте.

4. М. Vinci и соавторы (1990) предложили метод фиксации кусочков ткани объемом 0,5—1 см 3 с применением микроволновой техники. Материал в растворе альдегида помещают на 20с в микроволновую печь (2,5 Гц/500 В), а затем оставляют на 10— 30 мин при комнатной температуре в том же фиксаторе. Микроволновое излучение способствует быстрому проникновению альдегидов в клетки и ткани, в результате чего улучшается качество фиксации. Этот способ позволяет проводить не только обычные гистологические, но и ультраструктурные цитохимические, иммуноморфологические исследования, а также рентгенологический микроанализ.

ВОЗМОЖНЫЕ АРТЕФАКТЫ, СВЯЗАННЫЕ С ФИКСАЦИЕЙ, И ИХ УСТРАНЕНИЕ

При фиксации формалином, особенно кислым, возможно появление в срезах темно-коричневого пигмента в виде зернышек или глыбок (результат реакции формалина с гемоглобином ткани). Пигмент удаляют, помещая срезы на 15—20 мин в 1—5 % раствор аммиака или 70 % спирт. После промывания водой препарат можно окрашивать. Хорошо удаляется пигмент в растворе 1 % гидроксида калия в 80 % спирте (1:25): после 10-минутной экспозиции препарат промывают в проточной воде в течение 5 мин.

В случаях значительного уплотнения ткани в результате слишком продолжительной фиксации кусочки помещают на 1—2 ч в 10% раствор лимонной кислоты, в результате чего материал становится более мягким и пригодным для исследования.

Кристаллический осадок, образующийся после фиксации с применением сулемы, удаляют из кусочков или лучше срезов с помощью йодированного 70 % спирта.

Цель фиксации ткани это

Фиксация гистологического и биопсийного материала

ОБЩИЕ ПРИНЦИПЫ ФИКСАЦИИ

похожие статьи